Värvimistehnikad ja mikroorganismide mikroskoopiline vaatlus
Lihtne bakterite värvimine
1 Eesmärgid
1.1 Õppida mikroobse määrimise ja värvimise põhivõtteid.
1.2 Omandada lihtsat bakterite värvimismeetodit.
1.3 Õppida tundma bakterite morfoloogilisi omadusi ning kinnistada õlipeegli kasutamise ja aseptiliste töövõtete õpet.
2 Põhimõte Bakterite määrimine ja värvimine on mikrobioloogiliste katsete põhitehnika. Bakterirakud on väikesed ja läbipaistvad, neid pole tavalise valgusmikroskoobi all lihtne ära tunda ning neid tuleb värvida. Ühe värvaine kasutamine bakterite värvimiseks, et värvitud organism ja taust moodustaksid selge värvierinevuse, et oleks selgemini jälgitav nende morfoloogia ja struktuur. Seda meetodit on lihtne teostada ja see sobib organismi üldkuju ja bakterite asetuse jälgimiseks. Aluselisi värvaineid kasutatakse tavaliselt lihtsaks värvimiseks, kuna neutraalsetes, leeliselistes või nõrgalt happelistes lahustes on bakterirakud tavaliselt negatiivselt laetud ja kui leeliselised värvained on ioniseeritud, on nende molekulide värviv osa positiivselt laetud, seega on leeliseliste värvainete värviv osa. võivad bakteritega kergesti seonduda, muutes bakterid värviliseks. Värvunud bakterirakud on taustaga teravalt kontrastsed ja neid on mikroskoobi all kergem ära tunda. Tavaliselt kasutatavad värvid lihtsaks värvimiseks on merotsüaniinsinine, kristallvioletne ja aluseline ühendpunane. Kui suhkru bakteriaalne lagunemine happe tootmiseks, nii et söötme pH väheneb, suureneb bakterite positiivne laeng ja seejärel saab seda kasutada punase, happelise punase või Kongo punase ja muude happeliste värvainete värvimisel. Bakterid tuleb enne värvimist fikseerida. Selle eesmärk on kahekordne: üks on tappa bakterid ja panna bakterid slaidile kleepuma; teine on suurendada selle afiinsust värvaine suhtes. Tavaliselt kasutatakse kahte meetodit: kuumutamist ja keemilist fikseerimist. Püüdke fikseerimisel säilitada rakkude algne morfoloogia.
3 Materjalid
3.1 Tüvi Bacillus subtilis 12-18h toitaineagari kaldkultuur, Staphylococcus aureus umbes 24h toitaineagari kaldkultuur, Escherichia coli 24h toitaineagari kaldkultuur, pagaripärmi agari kaldkultuur.
3.2 Värvige Lue leeliselise metüleensinise peitsiga (või ammooniumoksalaadi kristallvioletse peitsiga), karboolhappeühendi punase peitsiga.
3.3 Instrumendid või muud tarvikud Mikroskoop, alkoholilamp, objektiklaas, inokulatsioonirõngas, slaidihoidja, kahekihiline pudel (täidetud seedriõli ja ksüleeniga), mikroskoobipaber, füsioloogiline soolalahus või destilleeritud vesi jne.
4 Protseduur Määrimine → kuivatamine → fikseerimine → värvimine → pesemine → kuivatamine → mikroskoopiline uurimine.
5 sammu
5.1 määrdumine Võtke kaks puhast ja õlivaba objektiklaasi, millest igaühel on aseptilistes tingimustes väike tilk soolalahust (või destilleeritud vett) slaidi keskele, koos inokuleerimisrõngaga, et aseptiliselt toimida Bacillus subtilis, Garcinia micrococcus. ja Escherichia coli kaldus korjama veidi sammalt veetilga, segades ja kaetud kilega. Kui bakterisuspensiooni (või vedelkultuuri) määrdeainet saab kasutada rõnga inokuleerimiseks, vali 2–3 rõngast otse slaidile. Pange tähele, et soolalahust (destilleeritud vett) ja võtta baktereid ei tohiks olla liiga palju ja jaotada ühtlaselt, mitte liiga paks.
5.2 Kuivatamine Kuivatage loomulikult toatemperatuuril. Samuti saab seda kuivatada, kuumutades veidi alkoholilambi kohal, kaetud pool üleval. Kuid ärge sattuge leegile liiga lähedale, sest liiga kõrge temperatuur hävitab bakterite morfoloogia.
5.3 Fikseerimine Kuumkuivatamise kasutamisel ühendatakse fikseerimine ja kuivatamine üheks etapiks samamoodi nagu kuivatamine. Määrige, kuivatage ja kuumaga kinnitage.
5.4 Värvimine Asetage alusklaas tasaselt slaidiriiulile, lisage määrdumisele 1–2 tilka värvimislahust (värvimislahus katab just määrdikile). Värvige määrdumine Lü's Basic Mellanox Blue'iga 1-2 minutit ja karbonaatpunase (või ammooniumoksalaatkristallvioletiga) umbes 1 minuti jooksul.
5.5 Loputamine Valage värvimislahus maha ja loputage õrnalt kraaniveega objektiklaasi ühest otsast, kuni määrdumiselt alla voolav vesi on värvitu. Loputamise ajal ärge laske veega kaetud pinna pesemiseks otse voolata. Veevool ei tohiks olla liiga kiire ega liiga suur, et vältida määrdekile nihkumist.
5.6 Kuivatamine Loomulikuks kuivamiseks raputage veepiisad objektiklaasilt maha, kuivatamiseks võib kasutada föönitamist või imavat paberit (olge ettevaatlik, et mitte bakterikeha maha pühkida). 5.7 Mikroskoopiline uurimine Äigepreparaadi kuivatatakse ja uuritakse mikroskoobiga. Enne õlimikroskoobiga jälgimist peab äigepreparaat olema täiesti kuiv.
6 Tulemused Joonistage E. coli ja Micrococcus garciniae morfoloogia pärast ühekordset värvimist.
Gramm plekk
1 Eesmärk
1.1 Mõista Grami peitsimise põhimõtet ja selle tähtsust bakterite klassifitseerimisel ja identifitseerimisel.
1.2 Õppida ja omandada Grami värvimistehnikat ning kinnistada valgusmikroskoobi õliläätse kasutamise õpet.
