Bioloogiliste proovide ettevalmistamine ja vaatlus elektronmikroskoopia jaoks
Mikroskoobi eraldusvõime sõltub kasutatava valguse lainepikkusest. 1933. aastal ilmuma hakanud elektronmikroskoop kasutab valgusallikana nähtava valguse omast palju lühema lainepikkusega elektronkiirt, nii et sellega saavutatav eraldusvõime on optilise mikroskoobi omaga võrreldes tunduvalt parem. Valgusallikate erinevus määrab ka rea erinevusi elektronmikroskoopide ja optiliste mikroskoopide vahel.
Vastavalt elektronkiire kujutise põhimõtete erinevustele ja erinevatele näidistele toimimise viisidele on tänapäevased elektronmikroskoopid arenenud mitut tüüpi. Praegu on kõige sagedamini kasutatavad ülekandeelektronmikroskoobid ja skaneerivad elektronmikroskoobid. Esimese kogusuurendus võib olla vahemikus 1000-1000000. Viimase kogusuurendus võib varieeruda 20 kuni 300,000 korda. See katse tutvustab peamiselt kahte tüüpi mikroskoobiproovide, transmissioonielektronmikroskoobi ja skaneeriva elektronmikroskoobi valmistamist.
2. Varustus
1. Bakterid Escherichia coli (Escherichia coli) kaldus.
2. Lahus või reagent amüülatsetaat, kontsentreeritud väävelhape, absoluutne etanool, steriilne vesi, 2% naatriumfosfotungstaat (pH 6.5-8.0) vesilahus, 0,3% polüetüleen formaldehüüdi (kloroformis lahustuv) lahus, rakud Pigment c, ammooniumatsetaat, plasmiid pBR322.
3. Instrumendid või muud riistad: tavaline optiline mikroskoop, vaskvõrk, portselanist lehter, keeduklaas, tass, steriilne tilguti, steriilsed pintsetid, tihvtid, slaidid, loenduslaud, vaakumkatmismasin, kriitilise punkti kuivati jne.
3. Toimingu sammud
(1) Proovi ettevalmistamine ja vaatlus transmissioonelektronmikroskoopia jaoks
1. Metallvõrgu töötlemine
Optilise mikroskoopia proov asetatakse vaatlemiseks slaidile. Kuid transmissioonelektronmikroskoopias, kuna elektronid ei suuda klaaslehte läbi tungida, saab võrkmaterjale kasutada ainult kandjatena, mida tavaliselt nimetatakse kandevõrkudeks. Kandurvõrku saab erinevate materjalide ja kuju tõttu jagada paljudeks erinevateks spetsifikatsioonideks, mille hulgas on kõige sagedamini kasutatav 200-400 võrk (aukude arv) vaskvõrk. Vaskvõrku tuleb enne kasutamist töödelda, et eemaldada mustus ja hoida see puhtana, vastasel juhul mõjutab see tugikile kvaliteeti ja näidiste fotode selgust. Selles katses kasutatakse 400-võrgust vaskvõrku, mida saab töödelda järgmiselt: esmalt leotage ja pleegitage seda mitu tundi amüülatsetaadiga, seejärel loputage seda mitu korda destilleeritud veega ja seejärel leotage seda absoluutses etanoolis. dehüdratsioon. Kui vaskvõrk ei ole pärast ülaltoodud meetodeid ikka veel puhas, võite seda 1–2 minutiks leotada lahjendatud kontsentreeritud väävelhappes (1:1) või keeta paar minutit 1% NaOH lahuses, loputada destilleeritud väävelhappega. mitu korda vett ja seejärel pange see veevabasse Dehüdreerige etanoolis ja pange kõrvale.
2. Tugimembraani ettevalmistamine
Proovide vaatlemisel tuleks kandevõrk katta ka struktureerimata ühtlase kile kihiga, muidu lekivad kandevõrgu aukudest välja väikesed proovid. Seda kilet nimetatakse tavaliselt tugikileks või kandekileks. Tugikile peaks olema elektronide jaoks läbipaistev ja selle paksus peaks üldiselt olema alla 20 nm; elektronkiire mõjul peaks kilel olema ka teatud mehaaniline tugevus, et säilitada struktuurne stabiilsus ja hea soojusjuhtivus; lisaks tuleks elektronmikroskoopias kasutada tugivõrku. Selle all ei tohiks olla nähtavat struktuuri, veetava prooviga ei tohiks tekkida keemilist reaktsiooni ega segada proovi jälgimist. Selle paksus on tavaliselt umbes 15 nm. Tugikile võib olla plastkile (näiteks kolloodiumkile, polüetüleenformaldehüüdkile jne), süsinikkile või metallkile (näiteks berülliumkile jne). Tavalistes töötingimustes võib plastkile nõuetele vastata. Plastkiledest on kolloodiumkile suhteliselt lihtne valmistada, kuid selle tugevus ei ole nii hea kui polüetüleenformaldehüüdkile.
