Kuidas vaadeldakse mikroskoobi all mikroobirakkude morfoloogiat?
Mikroskoobid leiutati naeratavate objektide nägemiseks, mida palja silmaga ei näe. Mikroorganismid on väga väikesed, seetõttu tuleb neid suurendada ja jälgida mikroskoobi abil. Lisaks on palju erinevaid mikroorganisme, nii et põhimõtteliselt suudab enamik optilisi mikroskoope mikroorganisme vaadelda. Järgmine küsimus on, millist tüüpi mikroskoopi tuleks kasutada milliste mikroorganismide vaatlemiseks ja analüüsimiseks. Tavalised mikroskoobid, mida saab kasutada mikroobide morfoloogia jälgimiseks, hõlmavad bioloogilisi mikroskoope, faasikontrastmikroskoope, pöördmikroskoope, fluorestsentsmikroskoope, konfokaalseid mikroskoope jne.
Järgnevalt kirjeldatakse erinevaid mikroskoope, mida kasutatakse mikroorganismide vaatlemiseks:
1. Tavaline optiline mikroskoop kasutab valgusallikana loomulikku valgust või valgust ja selle lainepikkus on umbes 0,4 μm. Mikroskoobi eraldusvõime on pool lainepikkusest, see on 0,2 μm, ja väikseim palja silmaga nähtav kujutis on 0,2 mm. Seetõttu võib õlipeegli (immersioon) kasutamine 1000 korda suurendamiseks suurendada 0,2 μm osakesi palja silmaga nähtavaks 0,2 mm suuruseks. Tavalisi optilisi mikroskoope saab kasutada bakterite, aktinomütseetide ja seente vaatlemiseks.
2. Tumevälja mikroskoopiat kasutatakse tavaliselt värvimata mikroobide morfoloogia ja liikumise jälgimiseks. Pärast tumevälja kondensaatori paigaldamist tavalisse mikroskoopi ei pääse valgus otse keskelt ja vaateväli on tume. Kui proov saab kondensaatori servalt kaldus valgust, võib see hajuda, mistõttu võib tumeda välja taustal märgata eredaid mikroorganisme nagu baktereid või spiroheete.
3. Faasikontrastmikroskoop Faasikontrastmikroskoop kasutab faasierinevusplaadi valgusefekti, et muuta otsese valguse valgusfaasi ja amplituudi ning teisendada valgusfaasi erinevus valguse intensiivsuse erinevuseks. Faaskontrastmikroskoobi all, kui valgus läbib värvimata proovi, on valgusfaasi erinevus põhjustatud proovi erinevate osade tiheduse ebaühtlusest ning on võimalik jälgida mikroorganismide morfoloogiat, sisemist struktuuri ja liikumisviisi.
4. Fluorestsentsmikroskoop Fluorestsentsmikroskoop on põhimõtteliselt sama mis tavaline optiline mikroskoop, peamine erinevus on valgusallikas, filtris ja kondensaatoris. Praegu kasutab enamik neist epi-light seadmeid ja valgusallikatena kasutatakse tavaliselt kõrgsurve-elavhõbelampe, mis võivad kiirata ultraviolett- või sinakasvioletset valgust. Filtreid on kahte tüüpi: ergastusfilter ja neeldumisfilter. Lisaks üldistele ereda väljaga kondensaatoritele saab fluorestsentsmikroskoopides kasutada ka tumeda välja kondensaatoreid, mis kasutavad fluorestsentsi ja tausta kontrasti suurendamiseks sinist valgust. Seda meetodit saab kasutada fluorestseeruvate pigmentidega värvitud või fluorestseeruvate antikehadega kombineeritud bakterite tuvastamiseks või identifitseerimiseks.
5. Elektronmikroskoobid kasutavad valgusallikana elektronide voogu ja lainepikkus erineb nähtavast valgusest kümneid tuhandeid kordi, mis parandab oluliselt eraldusvõimet. Samuti kasutab see optilise võimendussüsteemina magnetpooli ja suurendus võib ulatuda kümnete tuhandete või sadade tuhandeteni. Seda kasutatakse sageli viiruseosakeste ja bakterite ultrastruktuuri jälgimiseks.
Värvimata mikroobiproovide vaatlemine:
Värvimata proove saab üldiselt kasutada bakterite morfoloogia, võimsuse ja liikumise jälgimiseks. Bakterid on värvimata värvitud ja läbipaistvad ning neid jälgitakse mikroskoobi all peamiselt bakterite ja ümbritseva keskkonna murdumisnäitaja erinevuse järgi. Lipudega bakterid liiguvad jõuliselt, samas kui ilma lipukateta bakterid näitavad ebaregulaarset Browni liikumist. Elujõulistel bakteritel, nagu Treponema pallidum, Leptospira ja Campylobacter, on iseloomulikud kujud ja liikumismustrid, millel on diagnostiline tähtsus. Tavaliselt kasutatavad meetodid on rõhulanguse meetod, ripplanguse meetod ja kapillaarmeetod.
1. Kandke vaseliini ümber puhta nõgusa klaasi nõgusa ava rippuva tilga meetodil, kasutage inokulatsioonisilmust, et võtta bakterisuspensiooni rõngas ja asetada see katteklaasi keskele, seejärel joondage nõgusa klaasi nõgus ava tilk katteklaasi keskele ja katke see, seejärel keerake see kiiresti ümber, vajutage kergelt katteklaasi, et see kleepuks tihedalt nõgusa augu serval oleva vaseliini külge, ja jälgige suure suurendusega mikroskoobi all (või tume väli).
2. Võtke inokulatsioonisilmusega bakterisuspensiooni rõngas ja asetage see rõhulanguse meetodil puhta alusklaasi keskele ning katke bakterisuspensioon õrnalt katteklaasiga, vältides mullide teket ja bakterisuspensiooni ülevoolu. . Pärast mõnesekundilist paigal seismist jälgige suure võimsusega mikroskoobi all eredas (või pimedas) väljas.
3. Kapillaarmeetodit kasutatakse peamiselt anaeroobsete bakterite kineetika uurimiseks. Tavaliselt vali 60~70mm pikk. Pärast anaeroobsete bakterite suspensiooni sifoonimist läbi kapillaari, mille ava on 0.5-1,0 mm, sulgege kapillaari kaks otsa leegiga. Kapillaar kinnitati plastpaberiga klaasklaasile ja vaadeldi suure võimsusega läätse all pimedas väljas.
Värvitud mikroobiproovide jälgimine mikroskoobiga:
Pärast bakteriproovi värvimist on bakterite ja ümbritseva keskkonna vahelise värvi terava kontrasti tõttu bakterite morfoloogilised omadused (nagu suurus, kuju, paigutus jne) ja mõnede eristruktuuride (nt. kapslitena, flagelladena, eostena jne) on tavalise optilise mikroskoobi all selgelt jälgitavad ning baktereid saab klassifitseerida ja identifitseerida vastavalt värvimisreaktiivsusele.
(1) Bakterivärvimise üldprotseduur Bakterivärvimise üldprotseduur on: määrimine (kuivatamine)-fikseerimine-värvimine.
1. määrdumine Vere, eritiste, väljaheidete, punktsioonivedeliku ja vedelkultuuri valmistamine ning õhukese kilega määrdude otsene kandmine klaasplaatidele; lahkamine või nakatunud loomakuded, määrige kahjustus vatitikuga proovide võtmiseks. Bakterikolooniate või muruplatside valmistamiseks tahkel söötmel kasutage esmalt inokulatsioonisilmust, et võtta tavalise soolalahuse rõngas ja asetada see alusklaasi keskele, seejärel kasutada steriilset inokulatsioonisilmust, et võtta väike kogus kultuuri ja peenestada. see ühtlaselt tavalises soolalahuses, määrige see 1 cm2 kaetud pinnale ja laske sellel loomulikult toatemperatuuril või aeglaselt kuivada.
2. Fikseerimise eesmärk on tappa baktereid, koaguleerida bakterite valku ja struktuuri ning hõlbustada värvimist; soodustada bakterite kleepumist slaidile, et vältida nende pesemise ajal vee poolt ära uhumist; muuta bakterite läbilaskvust värvainetele, mis on kasulik bakterite intratsellulaarsete struktuuride värvimisel. Tavaliselt fikseeritakse see leegiga kuumutades ja kuivatatud määrd lastakse kiiresti 3 korda läbi leegi. Parem on mitte põletada nahka käe tagaküljel, kui see puudutab liumäge.
3. Värvimine Vastavalt erinevatele kontrollieesmärkidele valige värvimiseks erinevad värvimismeetodid. Värvimisel lisage katvuse suurendamiseks värvilahust tilkhaaval.
4. Söötmisaine Kõiki aineid, mis võivad suurendada värvaine ja värvitava objekti vahelist afiinsust, kinnitada värvi värvitud objektile ja põhjustada muutusi rakumembraani läbilaskvuses, nimetatakse peitsiks. Tavaliselt kasutatakse maarjast, parkhapet, metallisoolasid ja joodi jne, värvimise soodustamiseks kasutatakse ka kuumutamist. Söötjaid võib kasutada esmase värvimise ja vastuvärvimise vahel, samuti võib kasutada pärast fikseerimist või sisalduda fiksaatoris ja värvimises.
5. Värvieemaldus Kõiki keemilisi aineid, mis võivad värvitud objektilt värvi eemaldada, nimetatakse värvieemaldajaks. Värvieemaldajatena kasutatakse tavaliselt etanooli, atsetooni jne. Värvieemaldusaine suudab tuvastada bakterite ja värvainete kombinatsiooni stabiilsuse astme, mida saab kasutada diferentsiaalvärvimiseks.
6. Vastuvärvimine Bakterid või nende struktuurid, mis on värvitustatud, värvitakse sageli jälgimise hõlbustamiseks vastuvärvi lahusega. Kontravärvimislahuse värvus erineb esmase värvimislahuse värvist, et moodustada terav kontrast. Vastuvärv ei tohiks olla liiga tugev, et mitte varjata esialgse peitsi värvi.
